I Solanum glicoalcaloidi sono metaboliti secondari formati dagli stessi precursori degli steroidi. Colesterolo, colesteranolo, e cicloartenolo sono precursori alternativi per le biosintesi degli agliconi. Gli agliconi hanno lo scheletro steroideo del colestano (C27). L'azoto è adattato ai derivati del colesterolo dagli aminoacidi glicina, arginina (Jadhav and Salunkhe, 1973; Jadhav et al., 1973), o L-arginina (Kaneko et al., 1976).
Gli agliconi sono divisi in cinque differenti categorie a seconda della loro struttura: solanidani hanno anelli indolizidinici fusi, spirosolani hanno una porzione alcaloide ossaazaspirodecanica, 22, 26-epiminocolestani,
α-epiminocicloemichetali, e 3-aminospirostani. La maggior parte dei glicoalcaloidi trovato nelle specie Solanum derivano da solanidani e spirosolani.
I più comuni solanidani sono la solanidina e la sua forma deidrogenata, la demissidina.
Kuhn et al. (1955 a, b) mostrò che la “solanina”, che era stata scoperta nella patata nel 1820, era una miscela di due differenti glicoalcaloidi, α-solanina e α-caconina, entrambe con la solanidina come aglicone ma recanti un differente carboidrato ciascuna. I glicoalcaloidi α-solanina e α-caconina sono generalmente presenti in tandem nelle piante, specialmente in S. tuberosum. L'epimero 22R, 25R della solanidina è stato ritrovato nei tuberi di S. vernei, ma questo ritrovamento non è stato riportato altrove (van Gelder e Scheffer, 1991). La tomatidina è l'aglicone spirosolanico dell'α-tomatina
presente nel pomodoro (Lycopersicon esculentum) così come in S. brevidens, e S. acaule, tra le altre specie. La deidrotomatidina, che è la tomatidina 5,6-deidrogenata, è spesso ritrovata in tandem la struttura della tomatidina, specialmente nelle piante di pomodoro. Le coppie 22, 25-diastereoisomeriche di tomatidina e deidrotomatidina, soladulcidina e solasodina rispettivamente, sono state trovate in molte specie Solanum. Venne quindi suggerito che solanidani e spirosolani sono formati attraverso la stessa via biosintetica fino agli ultimi step, dove la etiolina è trasformata in altri tipi di agliconi (Kaneko et
al., 1976; Petersen et al., 1993). Petersen et al. (1993) suggerirono che gli spirosolani diastereoisomerici sono formati attraverso differenti cammini. Immediatamente dopo la formazione degli agliconi sono glicosilati attraverso gli enzimi glucosiltransferasi (Stapleton et al., 1991).
I saccaridi attaccati alla posizione 3-idrossi degli agliconi consistono di differenti combinazioni di D-glucosio (Glc), D-galattosio (Gal), D-xilosio (Xyl), e L-ramnosio (Rha) nella forma di tetra o trisaccaridi.
Minori quantità di agliconi attaccati a di e monosaccaridi, agliconi liberi, e i loro prodotti dienici, sembrano apparantemente artifatti, e furono rilevati in estratti di patata (Osman and Sinden, 1977; Nikolic and Stankovic, 2003). Il trisaccaride della α-solanina è chiamato solatrioso, e quello dell'α-caconina, un cacotrioso. Un tetrasaccaride, il licotetraoso, è presente nell'α-atomatina ma anche nella demissina, e nella soladulcina B . Inoltre, un altro tetrasaccaride il commertetraoso è legato alla solanidina, producendo la commersonina in S. commersonii, e alla tomatidina, producendo la sisunina in S. acaule x S. ajanhurii. Infatti, questi quattro saccaridi sono i più comuni della vasta varietà dei glicoalcaloidi Solanum.
Se i sei maggiori agliconi sono combinati con i quattro diversi saccaridi, 24 differenti glicoalcaloidi sono ottenuti. Molti di loro sono stati identificati in piante del genere Solanum della sezione Petota. Comunque, alcune combinazioni non sono state riportate, ad es. tomatidina legata a solatriosi, in qualsiasi pianta. In aggiunta a questo, più di 100 specie Solanum sono state analizzate per i glicoalcaloidi α-solanina, α-caconina, α-tomatina, demissina, solamargina, e solasonina (Schreiber, 1968).
I glicoalcaloidi sono composti potenzialmente tossici che hanno un ruolo nel sistema di protezione della pianta. La loro tossicità è basata sulla loro attività anti-colinesterasi sul SNC, sulla rottura delle membrane cellulari attraverso complessazione con i 3β-idrossisteroli nella membrana, e sui cambiamenti causati nel trasporto di ioni attraverso le membrane, col risultato di provocare disordini nel metabolismo generale del corpo (Friedman et al., 1992a; Keukens et al., 1995; Blankemeyer et al., 1992; Blankemeyer et al., 1995).
I sintomi tossici negli umani includono disordini neurologici e gastrointestinali, quali vomito, dolori allo stomaco, tachicardia, e allucinazioni.
La patata coltivata S. tuberosum contiene principalmente α-solanina e α-caconina in rapporto di 0.3 a 0.8 (α-solanina
a α-caconina) (Friedman, 2003). Poichè l'α-caconina è più tossica dell'α-solanina, un rapporto maggiore di α-solanina rispetto all'α-caconina è preferito, e il rapporto dipende dalla coltivazione. Quantità minori di solamarine sono state anche trovata nel fogliame e in tuberi sia vecchi che feriti (Shih and Kuc, 1974; Sinden and Sanford, 1981; Chivanov et al., 2001).
I glicoalcaloidi sono isolati dal materiale della pianta attraverso estrazione con solvente preferibilmente da materiale della pianta asciutto, o in alternativa da materiale fresco. L'asciugatura del materiale della pianta è condotto all'aria o nel forno. Comunque, matariale asciutto congelato può anche essere utilizzato. I materiali freschi sono generalmente raccomandati per essere trasferiti in etanolo per prevenire l'imbrunirsi a causa degli enzimi (Bergers, 1980). In accordo con Dao e Friedman (1996), i risultati delle analisi dei glicoalcaloidi da polveri di foglie asciutte e congelate sono molto più riproducibili di quelli ottenuti da foglie fresche. I principali vantaggi di usare materiale asciutto congelato nell'analisi di glicoalcaloidi sono (1) induzione ridotta, catalizzata da enzimi, di ferite e cambiamenti nella composizione indotti dall'umidità che potrebbero cambiare il contenuto di glicoalcaloidi, e (2) più facile trasporto di campioni per l'analisi in tempi differenti e attraverso diversi ricercatori (Dao and Friedman, 1996). Nessuna degradazione di glicoalcaloidi in campioni asciutti congelati è stata riportata.
I glicoalcaloidi sono solubili in soluzioni acquose acide e in solventi organici polari, inclusi acetonitrile, metanolo, etanolo, e propanolo. In molti casi l'estrazione di glicoalcaloidi da materiali vegetali è condotta in acido acetico diluito (15%), un solvente non tossico e poco costoso.
I solventi organici come metanolo (Fitzpatrick and Osman, 1974) e metanolo miscelato con cloroformio (Wang et al., 1972) sono stati preferiti specialmente per campioni freschi. È stato riportato, comunque, che solventi acquosi sono più efficienti per materiali asciutti che quelli non acquosi (Bushway et al., 1986; Friedman and McDonald, 1995). Combinazioni di differenti solventi sono stati preparate per ottenere estrazione efficace di glicoalcaloidi amfifilici (Friedman and McDonald, 1997, 1999). La possibile idrolisi è evitata usando acidi deboli diluiti o solventi organici a rt. Comunque, metanolo acquoso contenente l'1% di HC è stato anche utilizzato (Kozukue et al., 1999; Stobiecki et al., 2003). Il bisulfito è spesso aggiunto per prevenire l'ossidazione dell'estratto (Hellenäs, 1986; Edwards and Cobb, 1996).
Dopo estrazione, i glicoalcaloidi sono o precipitati con ammoniaca (Fitzpatrick and Osman, 1974; Bushway et al., 1979; Dao and Friedman, 1996; Sotelo and Serrano, 2001; Kozukue and Friedman, 2003), o isolati tramite estrazione in fase solida (SPE) (Carman et al.,
1986; Bushway et al., 1986; Jonker et al., 1992; Friedman et al., 1994; Abell and Sporns, 1996; Edwards and Cobb, 1996; Friedman et al., 1998a; Esposito et al., 2002), o una combinazione di questi metodi. Dopo precipitazione con ammoniaca a pH ~10, il precipitato asciutto di glicoalcaloide è disciolto in metanolo o qualche altro solvente utile al caso, o nuovamente estratto con butanolo (Sotelo and Serrano, 2000). Poiché α-caconina era presente in fase liquida ad alti pH, il metodo di precipitazione può non dare risultati quantitativi (Gregory et al., 1981). Minore recupero con metodo di precipitazione supportato usando metodo SPE per α-tomatina (Friedman et al., 1994).